一文详解类器官‑免疫细胞共培养四大模式及选型策略！

类器官-免疫细胞共培养是在类器官体系中引入免疫组分，用于研究组织细胞与免疫细胞之间的相互作用，可用于免疫细胞杀伤与浸润、炎症反应、黏膜免疫以及肿瘤免疫微环境等研究。

根据类器官与免疫细胞的空间关系、三维基质状态及培养体系，目前常见方法可分为间接分隔共培养、直接共培养、原位免疫微环境保留型培养和微流控类器官芯片。这几类体系在细胞接触方式、空间结构和可模拟的生物学过程上差异明显。本文将围绕各模式的核心原理、典型操作、适用场景、优缺点和代表应用展开，重点梳理不同共培养体系分别能解决哪些实验问题。

图1丨肿瘤类器官- 免疫共培养三大构建策略总览示意图

核心原理

最常见的是Transwell体系。类器官与免疫细胞分别培养在不同腔室，两类细胞不直接接触，但细胞因子、趋化因子和代谢物等可溶性分子可以通过多孔膜交换。

本体系可将直接接触作用和可溶性因子作用分开。

典型操作

通常将类器官包埋于下室基质中，免疫细胞接种于上室；也可以根据研究目的调整两者位置。

如果只研究可溶性因子交流，常采用0.4 μm孔径膜以限制细胞穿越；如果研究趋化迁移，则需要根据免疫细胞类型选择允许其通过的较大孔径，并重新设计检测终点。

适用场景

适合研究免疫细胞分泌因子对类器官增殖、分化和屏障功能的影响，也可以反向观察类器官释放的信号是否改变免疫细胞活化和趋化。

本体系还可被用作机制拆解：如果直接共培养中出现明显表型，可以再通过Transwell判断该现象是否依赖细胞直接接触。

优缺点

优点：结构简单、变量容易控制，两类细胞可以分别回收检测，适合细胞因子和信号通路研究。

局限：无法模拟免疫突触形成、直接细胞毒性以及免疫细胞进入三维组织的过程。

代表应用

例如将肠道类器官与巨噬细胞分隔培养，观察巨噬细胞来源炎症因子对肠上皮生长和屏障状态的影响；也可以利用肿瘤类器官与免疫细胞分室培养，分析肿瘤来源可溶性因子对免疫细胞功能的调节。

图2丨Transwell 间接共培养示意图

直接共培养的特点是让免疫细胞真正接触类器官。根据是否保留三维基质，可进一步分成两种。

2.1 非基质直接共培养

核心原理

将成熟类器官从基质中回收，保留完整结构、制备成较小团块或适度解离，再与T细胞、NK细胞、CAR-T等效应细胞共同培养，使免疫细胞能够直接识别并攻击靶细胞。

典型操作

类器官培养成熟后去除基质，统一类器官大小或细胞数量，再按照设定的效靶比加入免疫细胞。培养过程中可结合活细胞成像、流式细胞术及细胞因子检测评价免疫效应。

适用场景

主要用于T/NK细胞杀伤实验、CAR-T/CAR-NK功能评价、肿瘤反应性T细胞验证，以及免疫治疗相关药效比较。

优缺点

优点：免疫细胞与靶细胞接触充分，实验周期相对短，杀伤结果容易定量。

局限：三维基质和组织屏障被简化，无法充分模拟免疫细胞进入实体组织前的迁移和浸润过程。

代表应用

患者来源肿瘤类器官与自体外周血淋巴细胞共培养，可用于富集和验证肿瘤反应性T细胞；肿瘤类器官与CAR-T细胞直接共培养，也可用于比较不同处理条件下的肿瘤杀伤效应。

2.2 基质内三维共培养

核心原理

类器官保留在Matrigel、BME、胶原等三维基质中，免疫细胞加入基质周围或与类器官共同嵌入。免疫细胞需要在三维环境中迁移并逐渐接近类器官，更适合模拟组织浸润过程。

典型操作

可以先形成成熟类器官，再将免疫细胞加入基质周围；也可以将免疫细胞与类器官共同包埋。实验中通常结合共聚焦或活细胞成像，观察免疫细胞迁移距离、空间位置和浸润程度。

适用场景

适合研究T细胞、NK细胞的迁移和浸润，以及巨噬细胞、成纤维细胞等微环境组分对类器官生长和药物响应的影响。

优缺点

优点：保留三维空间和细胞外基质，可同时观察免疫细胞迁移、接触和功能变化。

局限：基质组成和硬度本身就会影响免疫细胞行为；同时细胞回收、成像和后续定量也比悬浮共培养复杂。

代表应用

将TIL或外周来源T细胞与肿瘤类器官置于三维基质中，可以实时观察T细胞向类器官迁移并进入肿瘤区域的过程，也可进一步分析不同基质条件对浸润和杀伤的影响。

图3丨直接共培养两种亚型对比

核心原理

在建模阶段减少组织过度解离，尽量保留原始组织中的免疫细胞和部分基质成分。气液界面培养（air-liquid interface，ALI）是其中较有代表性的体系。

典型操作

将经过有限处理的组织碎片置于胶原等基质中，在气液界面条件下培养。与高度纯化的上皮类器官不同，这类体系在一定培养阶段内可以同时保留肿瘤上皮、T细胞、B细胞、NK细胞、巨噬细胞及部分间质成分。

适用场景

更适合研究患者原始肿瘤免疫微环境、内源性TIL状态以及免疫检查点相关治疗反应。

优缺点

优点：减少人为重新组合不同细胞的过程，能够在一定时间窗口内保留部分原组织免疫组成和细胞关系。

局限：不同免疫细胞在体外维持时间不同，随着培养延长，部分免疫和基质组分会逐渐减少或改变，因此不宜将其理解为长期完整复制原始肿瘤微环境。

代表应用

ALI患者来源肿瘤类器官已被用于保留部分原始肿瘤浸润免疫细胞及TCR克隆特征，并观察PD-1/PD-L1免疫检查点阻断后的免疫反应。

图4丨ALI 气液界面培养示意图

核心原理

微流控芯片将类器官、三维基质、血管内皮和免疫细胞整合到可控微通道中，通过持续灌流模拟流体剪切力、物质交换和浓度梯度。

它解决的是传统静态孔板模型难以模拟的动态迁移和血管—组织过程。

典型操作

可以在芯片一侧建立内皮屏障，在邻近区域培养类器官和三维基质，再从模拟“血管腔”的通道中加入免疫细胞，通过实时成像观察细胞黏附、跨内皮迁移和组织浸润。

适用场景

适合研究免疫细胞跨血管迁移、血管—免疫—肿瘤互作、趋化因子梯度以及动态药物暴露。

优缺点

优点：空间和流体条件可控，可以连续观察免疫细胞迁移过程，适合复杂动态机制研究。

局限：设备和操作要求较高，模型标准化难度也高于常规孔板体系，并不适合作为所有共培养实验的常规选择。

代表应用

在肿瘤-血管芯片中，可建立内皮通道与肿瘤类器官区域，再灌注T细胞，连续观察其黏附、跨内皮迁移、进入肿瘤组织并产生效应的过程。

图5丨血管 - 免疫 - 肿瘤的芯片结构

图 6丨肿瘤免疫微流控类器官芯片结构示意图

在实际选择时，杀伤实验重点是充分接触；浸润实验必须保留基质和空间结构；旁分泌研究则需要刻意把两类细胞分开。如果涉及血管屏障、流体环境和动态迁移时，可加入芯片体系。

类器官-免疫细胞共培养的不同模式，本质上对应不同层级的免疫过程：Transwell侧重可溶性因子交流，直接共培养用于观察免疫识别与杀伤，三维基质体系进一步加入迁移和浸润，ALI及微流控模型则用于保留或重建更复杂的组织微环境和动态过程。

在实际实验中，需要优先明确研究终点，再确定是否需要细胞直接接触、三维基质、原有免疫组分或流体环境。对于多数机制验证和功能评价，结构清晰、变量可控的共培养体系往往更有利于结果解释；只有当研究问题涉及组织浸润、空间分布或动态迁移时，才需要进一步增加模型复杂度。